ALTERACIONES OCULARES LIGADAS A TRASTORNOS DEL TEJIDO CONECTIVO: PAPEL DEL COMPONENTE COLÁGENO Y ELÁSTICO

OCULAR CHANGES ASSOCIATED WITH GENETIC ALTERATIONS OF CONNECTIVE TISSUE: ROLE OF THE ELASTIC AND COLLAGEN COMPONENTS

GIMENO MJ, BELLÓN JM, BUJÁN J

RESUMEN

Los campos emergentes genómico y proteómico aportan cada día nueva información acerca de los procesos normales y patológicos. Uno de los ejemplos es el papel cada vez más relevante que es atribuido a la matriz extracelular. De ella, los componentes fibrilares clásicos, colágeno y elástico, han sido objeto en la última década, de la aparición de una considerable información de la cuál apenas se pretende esbozar su comprensión. Si bien la estructura y la composición básica de los componentes era bien conocida, hoy diremos que el número de colágenos descritos alcanza más de veinticinco variedades diferentes y, las fibras elásticas se describen ahora como complejos polímeros, compuestos al menos por 19 proteínas diferentes, en su porción fibrilar y amorfa. Mutaciones en tres de los genes que codifican algunas de las proteínas más abundantes de las fibras elásticas originan un amplio espectro de fenotipos de tejidos elásticos que abarcan desde anomalías esqueléticas o dérmicas, hasta vasculares y defectos oculares.

En esta revisión, ha sido nuestro objetivo acercarnos a las bases del componente fibrilar de la matriz extracelular para la mejor comprensión de algunos desórdenes oculares.

Palabras clave
Elastina, tejido conectivo, alteraciones genéticas.

SUMMARY

Every day, the emerging fields of genomics and proteomics provide new information about both normal and pathological processes, among which, the extracellular matrix appears to play a significant role. Over the past decade, the classic fibrillar components of the matrix, collagen and elastin, have been the subject of extensive research leading to a wealth of information which is far form being fully interpreted. Although the basic composition and structure of the matrix components has been well established, today more than twenty five different varieties of collagen have been described, and elastic fibers are currently described as polymeric complexes, composed of at least 19 different proteins in their microfibrillar and amorphic portions. Mutations in three of the genes coding for some of the most abundant proteins in the elastic fibers give rise to a wide range of elastic tissue phenotypes, from skeletal or dermal anormalies to vascular or ocular defects.

In this review, our aim was to gain insight into the fibrillar component of the extracellular matrix in an attempt to improve our understanding of certain ocular disorders (Arch Soc Esp Oftalmol 2001; 76: 459-470).

Key words
Elastin, connective tissue, genetic alterations.

La matriz extracelular es un complejo sistema responsable de las propiedades mecánicas del tejido conectivo. Las distintas moléculas que componen la matriz, interactúan entre sí, de tal forma que cualquier modificación o cambio en uno de sus componentes, puede conducir al establecimiento de una matriz desorganizada y al desarrollo de distintas patologías (1,2).

Los dos principales componentes de la matriz extracelular son las proteínas fibrosas y los proteoglucanos. Las proteínas fibrosas se subdividen en estructurales (colágenos y fibra elástica) y moléculas de adhesión (fibronectina, laminina y otras). Los proteoglucanos forman un gel en el que se asientan las proteínas fibrosas y las células (epiteliales, endoteliales, musculares lisas y fibroblastos, además de células blancas) (fig. 1).

Como se observa en la tabla I, desde un punto de vista histológico la mayor parte de las estructuras del globo ocular están constituídas por tejido conectivo (tabla I). El entramado de fibras colágenas y elásticas conforma una estructura que determina el tamaño y la forma del ojo, su elasticidad frente a fenómenos como la hipertensión y el anclaje del cristalino. Estas importantes funciones establecen la base para el buen funcionamiento del sistema ocular. Por lo tanto, el objetivo de esta revisión es dar a conocer de una forma clara y sencilla, cómo se ensamblan los distintos componentes de la matriz extracelular para conformar el tejido conectivo, deteniéndonos especialmente en el componente elástico y colágeno.

Elementos estructurales de la matriz extracelular

Las principales moléculas que componen la matriz del tejido conectivo son los colágenos y la fibra elástica (figs. 1b, 1c y 1d). Ambas macromoléculas son sintetizadas por las células que forman este tejido y el equilibrio entre la síntesis y degradación de sus componentes marcará el buen funcionamiento del mismo. La degradación de estas moléculas es llevada a cabo por enzimas específicas denominadas metaloproteinasas (fig. 2).

f04-01.jpg (24015 bytes) 
Fig. 1. Distribución de los componentes de la matriz extracelular en el tejido conectivo. a) (Modificado de Principles of Anatomy and Physiology, Tortora y Grabowski, 7th ed., 1993 Harper Collins, NY). Haces de fibras colágenas y acúmulo de elastina amorfa, b) (Microscopia electrónica de transmisión) (MO x10.000), c) (Microscopia electrónica de barrido) (MO x2000) y d) tinción de fibras colágenas y fibras elásticas (Tricrómico de Mason modificado) (MO x400).

f04-02.jpg (12361 bytes) 
Fig. 2. Esquema de actuación de las metaloproteinasas y de sus inhibidores (TIMP) (Modificado de Amershan Life Sciences, 1977).

Algunas de las alteraciones observadas en el tejido conectivo pueden ser debidas a variaciones en los niveles de las metaloproteinasas (3,4). Constitutivamente, la producción de estas enzimas está muy regulada por sus inhibidores (TIMPs), induciéndose su expresión cuando existe inflamación o daño tisular.

Dado que el tejido conectivo es un componente fundamental del globo ocular, cualquier alteración genética de los componentes de la matriz extracelular se asociarán directamente con alteraciones oculares.

Colágeno

El colágeno es la proteína más abundante en los tejidos. Existen muchos subtipos de colágenos, siendo necesarios más de 20 genes para codificarlos. Su propiedad fundamental es conferir a los tejidos resistencia a la distensión. La molécula completa es sintetizada en tres pasos. Está formada por tres cadenas que se enrollan entre sí para configurar una triple hélice. Cuando va a ser secretado al exterior, sufre una proteolisis y se originan moléculas más pequeñas denominadas tropocolágenos, que al ensamblarse forman fibrillas (fig. 3).

f04-03.jpg (16845 bytes) 
Fig. 3. Síntesis de la molécula de tropocolágeno (Dibujado por Lisa Shoemaker. En Rawn: Bioquìmica. 1989. McGraw Hill-Interamericana, Madrid), a) Fibras colágenas observadas con microscopia electrónica de transmisión (MO x80.000), b) corte longitudinal y c) corte transversal.

De todos los colágenos descritos —más de 25—, los más abundantes en los tejidos son el colágeno tipo I (fig. 4a), el colágeno de tipo III (fig. 4b) y, formando parte de las membranas basales celulares, el colágeno de tipo IV (fig. 4c) y el de tipo VI (fig. 4d). Se ha descrito que los colágenos V y XI participan en el control de la síntesis de las fibrillas, concretamente formando parte de su núcleo (5), aunque no se descarta la participación de otros miembros de la familia.

f04-04.jpg (17928 bytes) 
Fig. 4. Expresión de colágeno en tejido conectivo. Se han utilizado técnicas inmunohistoquímicas basadas en la especificidad de la unión antígeno-anticuerpo. a) Colágeno I, MO x630; b) Colágeno III, MO x400; c) Colágeno IV, MO x630 y d) Colágeno VI, MO x400.

El modo de herencia es normalmente autosómico dominante. Es más, cuando uno de los dos alelos, paterno y materno, es normal y el otro está mutado, el resultado final es que el 50% de las cadenas colágenas son deficientes.

Por lo tanto, la existencia de anormalidades en los genes que codifican para los distintos colágenos puede conducir a defectos de la córnea y, por lo tanto, a alteraciones como el queratocono, que encontramos el síndrome de Ehlers-Danlos (EDS). En esta enfermedad, los genes que con mayor frecuencia resultan afectados son, por un lado, el codificante para colágeno tipo III y los codificantes para las enzimas asociadas a la formación del colágeno como la lisil-oxidasa. En el caso del EDS de tipo VII, la molécula de colágeno, no se escinde bien en el interior de la célula, originándose moléculas de tropocolágeno defectuosas.

Elástica

La lámina elástica, junto a los colágenos, es uno de los principales componentes de la matriz extracelular (6). De sus propiedades elásticas (fig. 5a) deriva su principal función en el mantenimiento de la integridad de la estructura tisular (7).

La síntesis de las fibras elásticas se produce durante el desarrollo, y la expresión de elastina disminuye rápidamente con la edad (8), salvo en individuos cuyas patologías cursan con daño del componente elástico. Éste es el caso de los aneurismas aórticos (9), enfisemas pulmonares (10) y el síndrome de Marfan (11). En otras ocasiones, la formación inicial de la fibra puede verse afectada, es el caso de las enfermedades ligadas al gen de la elastina o a algunos de sus componentes (tabla II). Algunos ejemplos los encontramos en la estenosis aórtica supravalvular (12) o en la cutis laxa (13). Tras la destrucción de la fibra elástica, las células que sintetizan tropoelastina pueden ser de nuevo activadas y sintetizar alguno de los componentes de la fibra. En muchos casos, sin embargo, la fibra neosintetizada es defectuosa e incapaz de desarrollar su función en el tejido.

Morfológicamente, la fibra elástica (figs. 5b y 5c) está formada por un núcleo central de elastina insoluble y amorfa, rodeado por una red de microfibrillas ricas en fibrilina (14,15). Estas microfibrillas llevan asociadas otras moléculas, proteínas ligantes de factores de crecimiento como el transformante beta (TGFb) (LTBPs) (16), MAGPs (17), MAFPs, fibulinas y otras proteínas. Durante el desarrollo, las microfibrillas forman haces lineales que actúan como armazón donde se depositan y orientan los monómeros de tropoelastina.

f04-05.jpg (17856 bytes) 
Fig. 5. Elastina. a) Conformación de la fibra elástica (Dibujado por Susan Averill. En Rawn: Bioquímica. 1989. McGraw Hill-Interamericana, Madrid), b) fibras elásticas observadas con microscopia electrónica de transmisión (MO x20.000), y c) detección inmunohistoquímica de elastina en fascia (MO x400).

Proteínas que componen la fibra elástica

La tabla III resume los componentes de la fibra elástica. La elastina es una proteína altamente hidrófoba, compuesta por dominios de unión responsables del ensamblaje a otras moléculas de elastina. La enzima que cataliza la adición de moléculas de tropoelastina a la fibra es la lisil-oxidasa.

Las fibrilinas se encuentran como elementos integrantes de fibrillas más grandes en todos los tejidos. Esta familia está formada por dos miembros: fibrilina-1 y -2.

La fibrilina-1 forma parte de las microfibrillas (fig. 6a). Defectos en la expresión del gen de la fibrilina humana se asocian directamente al síndrome de Marfan (18). La fibrilina-2 también forma parte de la fibra elástica (19) (fig. 6b). La expresión de esta proteína se dirige al ensamblaje de las fibras elásticas durante el proceso de embriogénesis. Defectos en el gen de esta fibrilina se asocian a patologías como la aracnodactilia congénita (20).

f04-06.jpg (7100 bytes) 
Fig. 6. Determinación inmunohistoquímica de distintos componentes de la matriz extracelular utilizando anticuerpos específicos para cada una de las proteínas estudiadas: a) Expresión de fibrilina-1 en un paciente con aracnodactilia congénita (MO x1000); b) distribución de fibrilina-2 en tejido conectivo normal (MO x630).

Las fibulinas están representadas por 3 componentes: fibulina-1, -2 y -3. Sus funciones no son bien conocidas pero se encuentran presentes en la matriz extracelular, asociadas a fibras del tejido conectivo (21-24), a membranas basales (25) y en el plasma sanguíneo (26), formando parte de trombos organizados. Puede asociarse a otra molécula de fibrilina y, además, a fibronectina (27,28), laminina (29,30), perlecan (31), fibrilinas (32) y fibrinógeno (33).

La fibulina-1 se asocia in vivo con las fibras elásticas del tejido conectivo (24). Se localiza en el centro de las mismas, indicando su importante función en la elastogénesis. La fibulina-2 se encuentra asociada a las fibrillas de la fibronectina (34) y, a las microfibrillas elásticas que contienen fibrilina (23). La expresión de la fibulina-3 ha sido descrita en el Síndrome de Werner y, de forma no patológica en fibroblastos senescentes (35).

Las LTBPs (fig. 7a) son proteínas que unen TGFb. Esta familia está compuesta por varios miembros, todos ellos asociados a la matriz (figs. 7b y 7c) y capaces de unir TGFb: LTBP-1, LTBP-2 (36) y LTBP-3 (37).

f04-07.jpg (15876 bytes) 
Fig. 7. a) Estructura molecular de las LTBPs, b) distribución de LTBP-1 y c) LTBP-2 en tejido conectivo no patológico (MO, x320). Las figuras b y c son el resultado de la utilización de anticuerpos específicos contra las LTBPs (donados por el Dr. RP Mecham, Universidad de Washington en San Luis, USA).

La LTBP-1 es secretada desde las células unida, mediante puentes disulfuro, a un fragmento del TGFb1, participando así en el ensamblaje y secreción del mismo (38). Las LTBPs se unen de forma covalente a la matriz extracelular, mientras permanecen unidas al TGFb inactivo, y sirven de almacén de este factor de crecimiento en la matriz (39). Las LTBPs protegen al TGFb latente de varias proteasas de matriz, al tiempo que favorecen su asociación y activación en la superficie celular.

Las MAFPs son otro componente de las microfibrillas (39,40), que participan en el ensamblaje de las moléculas de tropoelastina (41). La MFAP-2 puede encontrarse asociada a microfibrillas de fibrilina, tengan o no elastina (42,43). Existe una proteína homóloga, la MAGP-2 o MP25, que se encuentra asociada a las microfibrillas que no pertenecen a la elastina amorfa (44).

La emilina es una proteína localizada en la periferia de la elastina amorfa, junto a las microfibrillas libres de elastina. Se ha descrito su presencia en el estroma corneal, la membrana de Descemet y el cuerpo ciliar. Aparece en el desarrollo de la fibra previamente al depósito de elastina (45).

Ensamblaje de la fibra elástica

Se ha demostrado que tanto las células musculares como las endoteliales, condrocitos y fibroblastos tienen capacidad para sintetizar tropoelastina. El depósito de esta molécula en la matriz extracelular se localiza en regiones específicas de la superficie celular (46); aquí se agrupa y aparece como un material amorfo próximo a las microfibrillas. Es entonces cuando la tropoelastina se incorpora rápidamente para formar el núcleo central de la fibra elástica (47). Previo al depósito de elastina, las microfibrillas del espacio extracelular cercano a la superficie celular marcan el primer paso en la elastogénesis.

Aunque las microfibrillas pueden ensamblarse independientemente de la presencia de elastina, como sucede en el ligamento suspensorio del cristalino (48), los monómeros de tropoelastina requieren la presencia de microfibrillas para organizarse en fibras (49). Es más, las LTBPs modulan tanto la expresión como el depósito de factores de crecimiento, regulando de esta forma, el desarrollo de la fibra elástica (50).

Patologías oculares asociadas a defectos del tejido conectivo

Síndrome de Ehlers-Danlos

En esta patología se asocian todos los síndromes caracterizados por defectos asociados a la síntesis o estructura del colágeno (51). El defecto básico del tejido conectivo puede conducir a complicaciones internas graves, incluyendo la perforación colónica y la rotura de arterias de grueso calibre (EDS tipo IV) (52); existe fragilidad ocular que puede originar desgarro corneal y desprendimiento de retina (EDS tipo VI), entre otros (53).

Las bases moleculares del EDS son diversas:

1. Deficiencia de la enzima lisil-hidroxilasa.

2. Síntesis deficiente de colágeno tipo III debido a mutaciones en el gen que codifica para la cadena a1 (III) (EDS tipo IV, se asocia a debilidad en tejidos ricos en colágeno tipo III como los vasos sanguíneos o la pared intestinal).

3. Conversión defectuosa del procolágeno tipo I en colágeno, como resultado de una mutación en el gen del colágeno tipo I (EDS tipo VII) (54).

4. Modificación transcripcional en el colágeno V que conduce a la formación de fibras colágenas defectuosas (EDS I/II y VII) (55).

5. Fibrillogénesis anormal con disrupción de la compactación del colágeno (EDS mixto).

Síndrome de Marfan

Patología asociada a alteraciones del tejido conectivo con repercusión en tres sistemas: esquelético (dolicostenomegalia o extremidades largas, pectum excavatum, escoliosis, aracnodactilia e hiperlaxitud articular), cardiovascular (incluyen desde aneurismas y disecciones de la aorta abdominal hasta regurgitaciones y prolapsos de la válvula mitral) y ocular (que cursan con miopía y ectopía lentis) (56).

Se ha descrito una prevalencia de la enfermedad en torno a un 0,1-0,2‰. De todos los casos descritos, aproximadamente el 80% se transmiten con carácter autosómico dominante (57). El 20% restante se asocia con mutaciones puntuales.

La enfermedad se debe a un defecto en el gen de la fibrilina 1 (FBN-1). Aunque esta proteína se encuentra distribuída por todos los tejidos del organismo, es especialmente abundante en la aorta, la lámina cribosa (58) y en los ligamentos suspensorios. Debe hacerse notar que estas últimas estructuras que apoyan el cristalino están desprovistas de elastina y están constituídas casi de forma exclusiva por fibrilina, de ahí que estos sean los tejidos más dañados en el síndrome de Marfan (59).

Se han descrito gran cantidad de mutaciones para el gen de la fibrilina. La mayor parte de ellas son mutaciones sin sentido que originan codones de finalización y, por lo tanto, proteínas más cortas y defectuosas (tabla IV). En los heterocigotos, la proteína anormal desestabiliza la formación de la microfibrilla al interaccionar con el producto del alelo normal, de ahí que se consideren dominantes negativos.

Un segundo trastorno relacionado con este gen es la ectopía lentis causado por mutaciones y localizado, al igual que el síndrome de Marfan, a través de los denominados genes candidatos. Clásicamente, esta entidad presenta un patrón autosómico dominante. Sin embargo, recientemente (60) se ha descrito otro trastorno que ha confirmado en una comunidad libanesa un síndrome de ectopia lentis con patrón autosómico recesivo con manifestaciones clínicas de luxación del cristalino, anomalías en el segmento anterior y apariencia facial distintiva. Las anomalías clínicas en esos pacientes no son sugestivas de síndromes marfanoides.

En general, en estos pacientes, es recomendable una exploración oftalmológica periódica que incluya control de la presión ocular y del fondo de ojo para prevenir el desprendimiento de retina. La alteración ocular más característica durante la niñez es la pérdida de agudeza visual, caracterizada por astigmatismo y miopía. Además, casi un 50% de los afectados sufren luxación o subluxación del cristalino, que puede llegar a desprenderse debido a la debilidad de sus ligamentos suspensorios.

Como resumen final podemos considerar que trastornos oculares, tanto asociados a entidades sindrómicas como aislados, y cuyo origen se remonte a los componentes matriciales colágenos o elásticos, van siendo cada día mejor conocidos y valorados de modo que se puedan establecer en un futuro no muy lejano estrategias genómicas o proteosómicas que restauren la homeostasis de la matriz extracelular y eviten la aparición de tal desorden.

BIBLIOGRAFÍA

  1. Bellón JM, Buján J, Honduvilla NG, Jurado F, Gimeno MJ, Turnay J et al. Study of biochemical substrate and role of metalloproteinases in fascia transversalis from hernial proceses. Eur J Clin Invest 1997; 27: 510-516.
  2. Buján J, Jurado F, Gimeno MJ, Gª-Honduvilla N, Pascual G, Jimenez J, Bellón JM. Changes in metalloproteinases (MMP-1, MMP-2) expresión in the proximal region of the varicose saphenous vein wall in young subjects. Phlebology 2000; 15: 64-70.
  3. Matrisian LM. Metalloproteinases and their inhibitors in matrix remodeling. Trends Genet 1990; 6: 121-125.
  4. Woessner JF Jr. Matrix metalloproteinases and their inhibitors in connective tissue remodeling. FASEB J 1991; 5: 2145-2154.
  5. Fichard A, Kleman JP, Ruggiero F. Another look at collagen V and XI molecules. Matrix Biol 1995; 14: 515-531.
  6. Schwartz E, Fleischmajer R: Association of elastin with oxytalan fibers of the dermis and with extracellular microfibrils of cultured skin fibroblasts. J Histochem Cytochem 1986; 34: 1063-1068.
  7. Rosenbloom J, Abrams WR, Mecham R. Extracellular matrix 4: the elastic fiber. FASEB J 1993; 7: 1208-1218.
  8. Davis EC. Stability of elastin in the developing mouse aorta: a quantitative radioautographic study. Histochemistry 1993; 100: 17-26.
  9. Thompson RW, Holmes DR, Mertens RA, Liao S, Botney MD, Mecham RP et al. Production and localization of 92-Kilodalton gelatinase in abdominal aortic aneuryms. An elastolytic metalloproteinase expressed by aneurysm-infiltrating macrophage. J Clin Invest 1995; 96: 318-326.
  10. Finlay CA, O´Donnell MD, O´Connor CM, Hayes JP, Fitzgerald MX. Elastin and collagen remodeling in emphysema. A scanning electron microscopy study. Am J Pathol 1996; 149: 1405-1415.
  11. McKusick VA. The defect in Marfan syndrome. Nature 1991; 352: 279-281.
  12. Curran ME, Atkinson DL, Ewart AK, Morris CA, Leppert MF, Keating MT. The elastin gene is disrupted by a translocation associated with surpravalvular aortic stenosis. Cell 1993; 73: 159-168.
  13. Zhang MC, He L, Giro M, Yong SL, Tiller GE, Davidson JM. Cutis laxa arising from frameshift mutations in exon 30 of the elastin gene (ELN). J Biol Chem 1999; 274: 981-986.
  14. Sakai LY, Keene DR, Engvall E. Fibrillin, a new 350-kD glycoprotein, is a component of extracellular microfibrils. J Cell Biol 1986; 103: 2499-2509.
  15. Mecham RP, Heusar JE. The elastic fibre. In: Hay ED (ed.). Cell Biology of the extracellular Matrix, 2nd ed. New York: Plenum Press; 1991; 79-109.
  16. Shipley JM, Mecham RP, Maus E, Bonadio J, Rosenbloom J, McCarthy RT et al. Developmental expression of latent transforming growth factor beta binding protein 2 and its requirement early in mouse development. Mol Cell Biol 2000; 20: 4879-4887.
  17. Gibson MA, Sandberg LB, Grosso LE, Cleary EG. Complementary DNA cloning establishes microfibril-associated glycoprotein (MAGP) to be a discrete component of the elastin-associated microfibrils. J Biol Chem 1991; 266: 7596-7601.
  18. Pereira L, D'Alessio M, Ramirez F, Lynch JR, Sykes B, Pangilinan T et al. Genomic organization of the sequence coding for fibrillin, the defective gene product in Marfan syndrome. Hum Mol Genet 1993; 2: 1762.
  19. Zhang H, Apfelroth SD, Hu W, Davis EC, Sanguineti C, Bonadio J et al. Structure and expression of fibrillin-2, a novel microfibrillar component preferentially located in elastic matrices. Cell Biol 1994; 124: 855-863.
  20. Putnam EA, Zhang H, Ramirez F, Milewicz DM. Fibrillin-2 (FBN-2) mutations result in the Marfan-like disorder, congenital contractural arachnodactyly. Nat Genet 1995; 11: 456-458.
  21. Miosge N, Gotz W, Sasaki T, Chu ML, Timpl R, Herken R. The extracellular matriz proteins fibulin-1 and fibulin-2 in the early human embryo. Histochem J 1996; 28: 109-116.
  22. Pan TC, Sasaki T, Zhang RZ, Fassler R, Timpl R, Chu ML. Structure and expression of fibulin-2, a novel extracellular matrix protein with multiple EGF-like repeats and consensus motifs for calcium binding. J Cell Biol 1993; 123: 1269-1277.
  23. Reinhardt DP, Sasaki T, Dzamba BJ, Keene DR, Chu ML, Gohring W et al. Fibrillin-1 and fibulin-2 interact and are colocalized in some tissues. J Biol Chem 1996; 271: 19489-19496.
  24. Roark EF, Keene DR, Haudenschild CC, Godyna S, Little CD, Argraves WS. The association of human fibulin-1 with elasic fibers: an immunohistological, ultrastructural and RNA study. J Histochem Cytochem 1995; 43: 401-411.
  25. Pan TC, Kluge M, Zhang RZ, Mayer U, Timpl R, Chu ML. Sequence of extracellular mouse protein BM-90/fibulin and its calcium-dependent binding to other basament-membrane ligands. Eur J Biochem 1993; 215: 733-740.
  26. Tran H, Tanaka A, Litvinovich SV, Medved LV, Haudenschild CC, Argraves WS. The interaction of fibulin-1 with fibrinogen. A potential role in hemostasis and thrombosis. J Biol Chem 1995; 270: 19458-19464.
  27. Balbona K, Tran H, Godyna S, Ingham KC, Strickland DK, Argraves WS. Fibulin binds to itself and to the carboxyl-terminal heparin-binding region of fibronectin. J Biol Chem 1992; 267: 20120-20125.
  28. Godyna S, Mann DM, Argraves WS. A quantitative analysis of the incorporation of fibulin-1 into extracellular matrix indicates that fibronectin assembly is required. Matrix Biol 1994; 14: 467-477.
  29. Brown JC, Wiedemann H, Timpl R. Protein binding and cell adhesion properties of two laminin isoforms (AmB1eB2e, AmB1sB2e) from human placenta. J Cell Sci 1994; 107: 329-338.
  30. Tran H, Van Dusen WJ, Argraves WS. The self-association and fibronectin-binding sites of fibulin-1 map to calcium-binding epidermal growth factor-like domains. J Biol Chem 1997; 272: 22600-22606.
  31. Argraves WS, Dickerson K, Burgess WH, Ruoslahti E. Fibulin, a novel protein that interacts with the fibronectin receptor beta subunit cytoplasmic domain. Cell 1989; 58: 623-629.
  32. Reinhardt DP, Chalberg SC, Sakai LY. The structure and function of fibrillin. Ciba Found Symp 1995; 192: 128-143.
  33. Godyna S, Diaz-Ricart M, Argraves WS. Fibulin-1 mediates platelet adhesion via a bridge of fibrinogen. Blood 1996; 88:2569-2577.
  34. Sasaki T, Wiedemann M, Matzner M, Chu ML, Timpl R. Expression of fibulin-2 by fibroblast and deposition with fibronectin into a fibrillar matrix. J Cell Sci 1996; 109: 2895-2904.
  35. Lecka-Czernik B, Lumpkin CK Jr, Goldstein S. An overexpressed gene transcript in senescent and quiescent human fibroblasts encoding a novel protein in the epidermal growth factor-like repeat family stimulates DNA synthesis. Mol Cell Biol 1995; 15: 120-128.
  36. Moren A, Olofsson A, Stenman G, Sahlin P, Kanzaki T, Claesson-Welsh L et al. Identification and characterization of LTBP-2, a novel latent transforming growth factor beta binding protein. J Biol Chem 1994; 269: 32469-32478.
  37. Yin W, Smiley E, Germiller J, Mecham RP, Florer JB, Wenstrup RJ, et al. Isolation of a novel latent transforming growth factor-beta binding protein gene (LTBP-3). J Biol Chem 1995; 270: 10147-10160.
  38. Taipale J, Miyazono K, Heldin CH, Keski-Oja J. Latent transforming growth factor-beta 1 associates to fibroblast extracellular matrix via latent TGF beta binding protein. J Cell Biol 1994; 124: 171-181.
  39. Horrigan SK, Rich CB, Streeten BW, Li ZY, Foster JA. Characterization of an associated microfibril protein through recombinant DNA techniques. J Biol Chem 1992; 267: 10087-10095.
  40. Yeh H, Chow M, Abrams WR, Fan J, Foster J, Mitchell H et al. Structure of the human gene encoding the associated microfibrillar protein (MFAP1) and localization to chromosome 15q15-q21. Genomics 1994; 23: 443-449.
  41. Trask BC, Trask TM, Broekelmann T, Mecham RP. The microfibrillar proteins MAGP-1 and fibrillin-1 form a ternary complex with the chondroitin sulfate proteoglycan decorin. Mol Cell Biol 2000; 11: 1499-1507.
  42. Gibson MA, Cleary EG. The immunohistochemical localisation of microfibril-associated glycoprotein (MAGP) in elastic and non elastic tissues. Immunol Cell Biol 1987; 65: 345-356.
  43. Gibson MA, Kumaratilake JS, Cleary EG. The protein components of the 12-nanometer microfibrils of elastic and non elastic tissues. J Biol Chem 1989; 264: 4590-4598.
  44. Gibson MA, Hatzinikolas G, Kumaratilake JS, Sandberg LB, Nicholl JK, Sutherland GR et al. Further characterization of proteins associated with elastic fiber microfibrils including the molecular cloning of MAGP-2 (MP-25). J Biol Chem 1996; 271: 1096-1103.
  45. Bressan GM, Daga-Gordini D, Colombatti A, Castellani I, Marigo V, Volpin D. Emilin, a component of elastic fibers preferentially located at the elastin-microfibrils inteface. J Cell Biol 1993; 121: 201-212.
  46. Serafini-Fracassani A. Elastogenesis in embryonic and post-natal development. In: Ultrastructure of the connective tissue matriz. Nijhoff. The Hague: A. Ruggeri and PM Motta, ed; 1984; I: 140-150.
  47. Bressan GM, Prockop DJ. Synthesis of elastin in aortas from chick embryos. Conversion of newly secreted elastin to cross-linked elastin without apparent proteolysis of the molecule. Biochemistry 1977; 16: 1406-1412.
  48. Kumaratilake JS, Gibson MA, Fanning JC, Cleary EG. The tissue distribution of microfibrils reacting with a monospecific antibody to MAGP, the major glycoprotein antigen of elastin-associated microfibrils. Eur J Cell Biol 1989; 50: 117-127.
  49. Robb BW, Wachi H, Schaub T, Mecham RP, Davis EC. Characterization of an in vitro model of elastic fiber assembly. Mol Biol Cell 1999; 10: 3595-3605.
  50. Saharinen J, Hyytiainen M, Taipale J, Keski-Oja J. Latent transforming growth factor-beta binding proteins (LTBPs)-structural extracellular matrix proteins for targeting TGF-beta action. Cytokine Growth Factor Rev 1999; 10: 99-117.
  51. Byers PH. Ehlers-Danlos syndrome: recent advances and current understanding of the clinical and genetic heterogeneity. J Invest Dermatol 1994; 103 (Suppl): 47-52.
  52. Byers PH, Holbrook KA, McGillivray B, MacLeod PM, Lowry RB. Clinical and ultrastructural heterogeneity of type IV Ehlers-Danlos syndrome. Hum Genet 1979; 47: 141-150.
  53. Beighton P. Serious opthalmological complications in the Ehlers-Danlos syndrome Brit J Ophthal 1970; 54: 263-268.
  54. Minor RR, Sippola-Thiele M, McKeon J, Berger J, Prockop DJ. Defects in the processing of procollagen to collagen are demonstrable in cultured fibroblasts from patients with the Ehlers-Danlos and osteogenesis imperfecta syndromes. J Biol Chem 1986; 261: 10006-10014.
  55. Ho KK, Kong RY, Kuffner T, Hsu LH, Ma L, Cheah KS. Further evidence that the failure to cleave the aminopropeptide of type I procollagen is the cause of Ehlers-Danlos syndrome type VII. Hum Mutat 1994, 3: 358-364.
  56. Pyeritz RE, McKusick VA. Basic defects in the Marfan syndrome. N Engl J Med 1981; 305: 1011-1012.
  57. McKusick VA. The cardiovascular aspects of Marfan's syndrome. Circulation 1955; 11: 321-342.
  58. Brooks DE, Komaromy AM, Garcia-Fernandez MC, Cutler TJ, Samuelson DA, Kallberg ME. Immunohistochemistry of the extracellular matriz of the normal equine lamina cribosa. Vet Ophthalmol 2000; 3:127-132.
  59. Streeten BW. The nature of the ocular zonule. Trans Am Ophthalmol Soc 1982; 80: 823-854.
  60. Haddad R, Uwaydat S, Dakroub R, Traboulsi EI. Confirmation of the autosomal syndrome of ectopia lentis and distinctive craniofacial appearance. Am J Med Genet 2001; 99:185-189.